Se trata de una técnica de
laboratorio que fue diseñada por científicos suecos y holandeses en 1971, que
permite detectar pequeñas partículas llamadas antígenos, que habitualmente son
fragmentos de proteínas. La identificación es específica, es decir, consigue
que pequeños segmentos de proteínas destaquen y no puedan ser confundidas con
otras.
Para poder identificar los
antígenos se utilizan moléculas con dos componentes acoplados: un anticuerpo
(que se une al antígeno de forma específica) y una enzima (que se activa y
señala la unión al antígeno). Antes del descubrimiento del ELISA se utilizaban
moléculas radioactivas en vez de enzimas, lo que suponía un riesgo añadido
innecesario en el laboratorio y un mayor coste.
Gracias a esta técnica se han
podido realizar estudios científicos en campos como la biología, la bioquímica
y la medicina. En el hospital se utiliza principalmente para identificar
gérmenes agresores que se encuentran en la sangre, orina, esputos, etcétera. La
técnica pronto se generalizó con el empleo de equipos simples y muy baratos que
se utilizan todavía hoy en muchos centros diagnósticos de todo el mundo.
Los diferentes tipos de ELISA
son:
ELISA directo: es la forma más
básica de realizar la técnica. Consiste en recoger una muestra a estudiar y
ponerla en un pocillo (un recipiente pequeño) en frente de una muestra igual
pero contaminada con el germen a estudiar, y otra muestra en la que se sabe que
no hay germen. Se aplica el anticuerpo con la enzima en los tres pozos y se
compara la muestra a estudio con las otras dos.
ELISA indirecto: se realiza de
forma similar al ELISA directo, pero en este caso se añade primero un
anticuerpo sin enzima y después uno con enzima. De esa forma, la señal que
emite el enzima es mucho más potente y la prueba es más sensible.
ELISA sándwich: en este caso en
los pocillos primero se añade un anticuerpo y después la muestra, para que los
antígenos queden ya retenidos en el fondo del pozo. Después se añade el
anticuerpo con la enzima. Es la forma más eficaz de realizar la prueba.
ELISPOT: se trata de un tipo de
ELISA que permite conocer de forma cuantitativa el antígeno, incluso identifica
el número concreto de células donde se encuentra.
Cuándo se hace un ELISA?
Se recomienda realizar un ELISA
en todas las situaciones en las que se quieran detectar antígenos cuya
existencia pueda ser determinante para un diagnóstico o para establecer
conclusiones en un estudio científico. Algunas de las situaciones más
frecuentes donde se usa el ELISA son:
Diagnóstico de VIH: es la
primera prueba que se realiza para descartar una infección por VIH. Se trata de
una prueba muy sensible, así que prácticamente detecta todos los casos. Sin
embargo, puede dar falsos positivos, por lo que se suele repetir de nuevo un
ELISA y se confirma con un Western-Blot.
Detección de anticuerpos contra
microorganismos: a veces el antígeno a estudiar puede ser otro anticuerpo. Esta
situación se da, por ejemplo, en la identificación de anticuerpos contra el
bacilo de la tuberculosis, entre otros.
Diagnóstico de hepatitis B: Al
igual que con el VIH, el virus de la hepatitis B puede ser reconocido
fácilmente mediante un ELISA en sangre.
Detección de gérmenes en heces:
ciertos virus pueden detectarse en las heces cuando provocan diarreas; los más
frecuentes son los rotavirus. A veces no se detecta al propio germen, sino que
se pueden identificar toxinas que produce el mismo, como sucede con el E. coli
Detección de antígenos en orina:
es una prueba muy útil y sencilla para identificar gérmenes causantes de
neumonías. En las infecciones respiratorias las bacterias pasan a la sangre y
de ahí a la orina, por lo que se pueden identificar antígenos fácilmente con un
ELISA, que orienta el tratamiento antibiótico directamente.
Nefelometría y / o Turbidimetría son métodos analíticos basados en la
dispersión de partículas suspendidas en líquidos.
-Turbidimetría: es
la medición de la luz transmitida a través de una suspensión, tiene la
ventaja de permitir la
valorización cuantitativa, sin separar el producto de la solución. Las
mediciones, pueden efectuarse con cualquier espectrofotómetro.
-Nefelometría: mide
la luz dispersada en dirección distinta a la luz emitida (generalmente con
ángulos que oscilan entre 15 y 90º). Utiliza como instrumento el
nefelómetro (en el que el detector se ubica con un ángulo que oscila entre
15 y 90º ej. a 90º). Se suele utilizar para concentraciones más
diluidas. Permite mayor
sensibilidad con concentraciones menores de partículas
suspendidas. Constituye un método más exacto para la medida de la
opacidad.
FUNDAMENTO: ¿EN QUÉ SE
BASA?
Cuando la luz atraviesa
un medio transparente en el que existe una suspensión de partículas sólidas, se
dispersa en todas direcciones y como consecuencia se observa turbia.
La turbidez es la propiedad óptica
de una muestra que hace que la radiación sea dispersada y absorbida más que
transmitida en línea recta a través de la muestra. Es ocasionada por la
presencia de materia suspendida en un líquido. Y para medirla utilizamos ambos
métodos. La dispersión no supone la pérdida neta de potencia radiante, sólo es
afectada la dirección de la propagación, la intensidad de la radiación es la
misma en cualquier ángulo.
En la turbidimetría se compara la
intensidad del rayo de luz que emerge con la del que llega a la disolución. En
cambio, en la nefelometría la medida de la intensidad de
luz se hace con un ángulo de 90º con respecto a la radiación incidente.
El instrumento usado en la nefelometría, el nefelómetro en cambio en
turbidimetría se utiliza el turbidímetro que es un fotómetro de filtro.
El procedimiento
de la nefelometría generalmente es empírico y sólo se
consideran 3 factores:
1. La
concentración: Mayor sea el número de partículas, mayor es la dispersión.
2. Tamaño de
la partícula: Factores como el pH, la velocidad y orden de la mezcla,
concentración de los reactivos y la fuerza iónica.
3. Longitud de onda: Generalmente las muestras
se iluminan con luz blanca, pero si están coloreadas, se debe escoger una
porción del espectro electromagnético en la que la absorción del medio se
reduzca al mínimo
Diferencias turbidimetria y nefelometría
La nefelometría se basa en la medición de radiación
dispersa, en cambio la turbidimetría en la medición de la intensidad de un haz
disminuido.
Factores para la elección entre turbidimetría y
nefelometría:
Intensidad
de la radiación transmitida o dispersada con la intensidad de la radiación
procedente de la fuente.
La mejor elección cuando la muestra contiene
pocas partículas dispersantes es la nefelometría. La turbidimetría es buena
cuando las muestras contienen grandes concentraciones de partículas
dispersantes.
Tamaño de las partículas dispersantes. En la nefelometría la intensidad de la radiación
dispersada a 90º es mayor si las partículas son bastante pequeñas para que se
produzca una dispersión Rayleigh. Si las partículas son mayores la intensidad
de la dispersión disminuirá.
En turbidimetría la señal consiste en la
disminución relativa de la radiación transmitida, por lo que el tamaño de las
partículas dispersantes es menos importante.
FINALIDADES: ¿PARA QUÉ SE UTILIZA?
Se utilizan normalmente en el análisis de la
calidad química del agua, para determinar la claridad y para el control de los
procesos de tratamiento. También para la determinación de iones sulfato.
Turbidimetría:
Se utiliza para el análisis de fibrinógeno,
triglicéridos, complejos Ag-Ac y otras sustancias.
Aplicable cuando la dispersión es suficientemente grande (concentración
alta de partículas).
Nefelometría:
Preferible
para concentraciones bajas de partículas, ya que la dispersión es menor y la
disminución de intensidad del haz incidente es pequeña. Se suele utilizar para
medir concentraciones específicas de colonias de bacterias en algún medio de
cultivo, o de muchas proteínas utilizando el principio de dispersión luminosa
molecular.
La electroforesis es un método de laboratorio
en el que se utiliza una corriente eléctrica controlada con la finalidad de
separar biomoleculas según su tamaño y carga eléctrica a través de una matriz
gelatinosa.
Fue empleado por primera vez por en el año
1937, pero su importancia vino a incrementarse cuando en los años cincuenta E.
L.Durrum y Arne W.K. Tiselius , impulsaron la electroforesis de zona, nombre
que se asigno a la separación de materiales en un campo eléctrico en presencia
de algún tipo de soporte; aunque este término se limito originalmente al
análisis de coloides y partículas submicroscopicas , se ha convertido en estos
últimos años en una metodología aplicada a sustancias de bajo peso molecular.
Cuando una mezcla de moléculas
ionizadas y con carga neta son colocadas en un campo eléctrico, estas
experimentan una fuerza de atracción hacia el polo que posee carga opuesta,
dejando transcurrir cierto tiempo las moléculas cargadas positivamente se
desplazaran hacia el cátodo (el polo negativo) y aquellas cargadas
positivamente se desplazaran hacia el ánodo (el polo positivo).
El movimiento de las moléculas esta
gobernado también por dos fuerzas adicionales; inicialmente la fricción con el
solvente dificultará este movimiento originando una fuerza que se opone ,
por otro lado las moléculas tienen que moverse en forma aleatoria o
movimiento browniano debido a que poseen energía cinética propia denominado
difusión. La energía cinética de las moléculas aumenta con la
temperatura, por ello a mayor temperatura mayor difusión.La suma de todas estas fuerzas provoca que las moléculas no migren de una
manera homogénea, de tal manera que, si las moléculas son colocadas en un
cierto lugar de solución, los iones comenzaran a moverse formando un frente
cuya anchura aumentara con el tiempo. Para reducir la anchura de este frente
podemos reducir el movimiento de las moléculas empleando un medio que oponga
mas resistencia a dicho movimiento. Una forma común de hacer esto es formar un
gel. El gel consiste de un polímero soluble de muy alto peso molecular que
atrapa moléculas de agua y forma un tamiz que dificulta el movimiento de
los solutos, consecuentemente, la migración electroforética de las moléculas
será mas lenta, pero el ensanchamiento del frente se vera reducido también.
La ventaja de esta técnica es que el
capilar de silica fundida que generalmente se cubre con una capa de polimina
para darle mayor rigidez y resistencia, tiene una ventaja a través de ella que
permite el pasaje de la luz UV de tal manera que la visualización es on-line.Con esta técnica descripta es posible separar cationes, aniones,
proteínas, macromoléculas y sustancias no cargadas en forma simultánea.
Esta técnica, habitualmente
denominada electroenfoque se basa en el desplazamiento de las moléculas
en un gradiente de pH. Las
moléculas amfotéricas, como los aminoácidos, se separan en un medio en el que
existe una diferencia de potencial y un gradiente de pH . La región del ánodo
es Ácida y la del cátodo es alcalina. Entre ambos se establece un gradiente de
pH tal que las moléculas que se han de separar tenga su punto
isoeléctrico dentro del rango. Las sustancias que inicialmente se encuentran en
regiones de pH inferior a su punto isoeléctrico estarán cargadas positivamente
y migraran hacia el cátodo, mientras aquellas que se encuentran en medios con
pH más bajos que su punto isoeléctrico tendrán carga negativa y migraran
hacia el ánodo. La migración les conducirá a una región dónde el pH
coincidirá con su punto isoléctrico, tendrán una carga neta nula y se
detendrán. De esta forma las moléculas amfotéricas se sitúan en estrechas
bandas donde coincide su punto isoeléctrico con el pH.
Fundamento.
Métodos electroforeticos zonales. Son los más comunes, dada su alta
aplicabilidad en diferentes campos. Son útiles para lograr la separación de
mezclas complejas. Se aplican pequeñas cantidades de la disolución de proteínas
a un soporte sólido, que se impregna con una solución tampón. Los
soportes son en general polímeros y forman un gel poroso que restringe el movimiento
de las moléculas a través del medio durante la electroforesis y disminuyen los
flujos de convección del solvente.Como soporte han sido utilizados papel
(celulosa), almidón, poliacrilamida, agarosa y acetato de celulosa, entre
otros. Este método tiene gran poder resolutivo por que se aplica una
cantidad pequeña de proteína a una zona estrecha, mientras que la
longitud del trayecto es mucho mayor que la zona de aplicación. El
equipamiento requerido es simple, fuente de poder, cubeta vertical u horizontal
donde se colocan el soporte y dos electrodos Los más utilizados son:
Electroforesis en gel de poliacrilamida. Los geles de poliacrilamida se forman
por polimerización de la acrilamida por acción de un agente entrecuzador,
es químicamente inerte, de propiedades uniformes, capaz de ser preparado de
forma rápida y reproducible. Forma, además, geles transparentes con estabilidad
mecánica, insolubles en agua, relativamente no iónicos y que permiten buena
visualización de las bandas durante un tiempo prolongado. Además tiene la
ventaja de que variando la concentración de polímeros, se puede modificar de
manera controlada en el tamaño del poro, lamentablemente cada vez se emplea
menos en diagnostico debido a su neurotoxocidad.
Electroforesis en geles de
gradientes. El
uso de geles de poliacrilamida que tienen un gradiente creciente de
concentración de archilamida + bisacrilamida, y en consecuencia un gradiente
decreciente en el tamaño del poro, pueden tener ventajas sobre los geles de
concentraciones uniformes de acrilamida. En un gel en gradiente la proteína
migra hasta alcanzar una zona donde el tamaño de poro impida cualquier avance.
Una vez se alcanza el limite del poro no se produce una migración apreciable
aunque no se detiene completamente. Una de las ventajas de este tipo de geles
es que resuelve mejor las bandas pues las concentra en regiones mas estrechas,
además de incrementar el rango de pesos moleculares que se pueden
resolver en un mismo gel comparado con los de una concentración fija.
Electroforesis en geles de agarosa. La agarosa es un polisacárido
(originalmente obtenido de algas, como el agar-agar, pero de composición
homogénea), cuyas disoluciones (típicamente de 0.5 a 2 %) poseen la propiedad
de permanecer liquidas por encima de 50 grados C y formar un gel, semisólido al
enfriarse. Este gel esta constituido por una matriz o trama tridimensional de
fibras poliméricas embebida en gran cantidad de medio líquido, que retarda el
paso de las moléculas, se usa usualmente para separar moléculas grandes de
alrededor 20.000 nucleótidos.
Electroforesis capilar. La
electroforesis capilar se basa en los mismos principios de las técnicas
electroforeticas convencionales, pero utiliza condiciones y tecnología distinta
que nos permiten obtener una serie de ventajas al respecto, Esta separación de
péptidos realizada sobre un capilar de silica fundida a potenciales elevados 20
a 30 Kv en un campo de 400 a 500 v/cm refrigerados por aire. La corriente electroendosmótica (FEO)
generada por los grupos silanol de la superficie interna del capilar da como
resultado una corriente plana del frente del líquido que contrasta con el
frente parabólico de la cromatografía líquida de alta resolución .
Isoelectroenfoque.
Electroforesis bidimensional.La
electroforesis bidimensional se basa en separar las proteínas en una mezcla
según sus dos propiedades moleculares, una en cada dimensión. El procedimiento
más usado se basa en la separación en una primera dimensión mediante
isoelectroenfoque y la segunda dimensión según peso molecular mediante
electroforesis en poliacrilamida.
Fuentes de error en la
electroforesis. La electroforesis es una técnica muy sensible y
puede ser afectada por muchos errores experimentales, como la temperatura
durante la polimerización y la corrida del gel, velocidad de la polimerización,
niveles de catalizador, pureza del reactivo, tiempo de corrida y
preparación de las muestras.
La
cromatografía comprende un conjunto de técnicas que tienen como finalidad la
separación de mezclas basándose en la diferente capacidad de interacción de
cada componente en otra sustancia. De forma general, consiste en pasar una fase
móvil (una muestra constituida por una mezcla que contiene el compuesto deseado
en el disolvente) a través de una fase estacionaria fija sólida. La fase
estacionaria retrasa el paso de los componentes de la muestra, de forma que los
componentes la atraviesan a diferentes velocidades y se separan en el tiempo.
Cada uno de los componentes de la mezcla presenta un tiempo característico de
paso por el sistema, denominado tiempo de retención. Cuando el tiempo de
retención del compuesto deseado difiere del de los otros componentes de la
mezcla, éste se puede separar mediante la separación cromatográfica.
Fundamento
teórico
La
separación de los diferentes componentes de una mezcla que se encuentran en un
líquido o gas es el resultado de las diferentes interacciones de los solutos a
medida que se desplazan alrededor o sobre una sustancia líquida o sólida (la
fase estacionaria). Las diversas técnicas para la separación de mezclas
complejas se fundamentan en la diversidad de afinidades de las substancias por
un medio móvil gas o líquido y un medio absorbente estacionario (papel,
gelatina, alúmina o sílice) a través del cual circulan.
Cromatografía
en capa fina (CCF).
En
la cromatografía en capa fina (CCF) la fase estacionaria consiste en una capa
delgada de un adsorbente (como por ejemplo gel de sílice, alúmina o celulosa)
depositada sobre un soporte plano como una placa de vidrio, o una lámina de
aluminio o de plástico.
La
CCF es una técnica analítica y tiene como objetivo el análisis de una mezcla de
componentes. +
El
proceso es similar a la cromatografía de papel con la ventaja de que se
desarrolla más rápidamente, proporciona mejores separaciones y se puede elegir
entre diferentes adsorbentes. La CCF es una técnica estándar en el laboratorio
de química orgánica. Debido a su simplicidad y velocidad, la CCF se utiliza a
menudo para monitorizar las reacciones químicas y también para el análisis
cualitativo de los productos de una reacción, puesto que permite conocer de
manera rápida y sencilla cuántos componentes hay en una mezcla.
Procedimiento
Una
placa de CCF es una lámina de vidrio, metal o plástico recubierta con una capa
delgada de un sólido adsorbente (gel de sílice o alúmina). Se deposita una
pequeña cantidad de la muestra problema en disolución en un punto en la parte
inferior de la placa. Entonces la placa se introduce en una cubeta
cromatográfica, de forma que sólo la parte inferior de la placa queda sumergida
en el líquido. Este líquido o eluyente es la fase móvil y asciende por la placa
de CCF por capilaridad.
A
medida que el eluyente pasa por el lugar donde está la mancha de la mezcla problema
se establece un equilibrio entre las moléculas de cada uno de los componentes
en la mezcla que son adsorbidas y las que se encuentran en disolución.
En
principio, los componentes se diferenciarán en solubilidad y en la fuerza de su
adsorción, de forma que unos componentes se desplazarán más que otros. Cuando
el eluyente llega a la parte superior de la placa, esta se saca de la cubeta,
se seca, y los componentes separados de la mezcla se visualizan.
Visualización
de las manchas.
Si
los compuestos son coloreados se pueden observar las manchas a simple vista. Si
no es así, hay varios métodos para visualizar las manchas correspondientes a
cada componente de la mezcla.
Utilizar
luz ultravioleta (UV254) para observar la placa. Normalmente se adiciona un
colorante fluorescente al adsorbente, de forma que la placa sea fluorescente en
todas partes excepto donde haya una mancha correspondiente a un compuesto
orgánico.
Utilizar
reveladores, por ejemplo, vapores de yodo que es un reactivo inespecífico.
Emplear
reactivos específicos para desarrollar coloración en las manchas. Esto se puede
hacer sumergiendo la placa de CCF en una disolución que los contenga o en forma
de spray.
Cálculo
del factor de retención Rf.
Cuando
son visibles, se puede determinar para cada una de las manchas el valor de Rf
(factor de retención), o la distancia que cada compuesto se desplaza en la
placa. Cada compuesto tiene un Rf característico que depende del disolvente
empleado y del tipo de placa de CCF utilizada, pero es independiente del
recorrido del disolvente. De esta manera se puede ayudar a identificar un
compuesto en una mezcla al comparar su Rf con el de un compuesto conocido
(preferiblemente cuando se hacen eluir en la misma placa de CCF).
Cromatografia en columna.
Es
una técnica de purificación, puesto que permite aislar los compuestos deseados
de una mezcla.
Procedimiento
La
cromatografía en columna utiliza una columna de vidrio vertical que se llena
con un soporte sólido adsorbente (fase estacionaria: los más utilizados son gel
de sílice (SiO2) y alúmina (Al2O3))+. La muestra que se quiere separar se
deposita en la parte superior de este soporte. El resto de la columna se llena
con el eluyente (disolvente que constituye la fase móvil) que, por efecto de la
gravedad, hace mover la muestra a través de la columna. Se establece un
equilibrio entre el soluto adsorbido en la fase estacionaria y el disolvente
eluyente que fluye por la columna. Debido a que cada uno de los componentes de
una mezcla establecerá interacciones diferentes con la fase estacionaria y la
móvil, serán transportados a diferentes velocidades y se conseguirá su
separación. Así, de manera similar a otros tipos de cromatografía, las
diferencias en las velocidades de desplazamiento a través del medio sólido se
corresponden con diferencias en los tiempos de elución por la parte inferior de
la columna para cada uno de los componentes de la muestra original, que se
recogerán en fracciones diferentes.
La
polaridad del eluyente afecta las velocidades relativas con las que los
diferentes componentes de la mezcla se mueven en la columna. Los disolventes
polares compiten más eficientemente con las moléculas polares de una mezcla por
los lugares polares del adsorbente. Por lo tanto, un disolvente polar
desplazará las moléculas, incluyendo las más polares, rápidamente a través de
la columna. Si el disolvente es muy polar la elución será muy rápida y
generalmente habrá poca separación de los componentes de la mezcla. Si por el
contrario el disolvente es muy apolar, no eluirán los compuestos de la columna.
Por lo tanto, la elección del eluyente es crucial para el éxito de la
cromatografía en columna. A menudo se utiliza un gradiente creciente de
polaridad para la elución. La CCF se utiliza para determinar y elegir el
sistema solvente adecuado para cada separación.
En
1978 se introdujo una versión modificada denominada cromatografía en columna
rápida. La diferencia con la cromatografía en columna tradicional es que en la
técnica rápida el disolvente se hace atravesar la fase estacionaria aplicando
una presión positiva. Esto hace que las separaciones mejoren en resolución y se
pueda disminuir el tiempo de elución, por lo cual constituye un método de
elección.
Análisis
de los eluatos de la columna.
Si
los compuestos separados en una cromatografía en columna son coloreados, el
progreso de la separación se puede monitorizar visualmente. No obstante, amenudo los compuestos que deben ser aislados suelen ser incoloros. En este
caso, se recogen secuencialmente pequeñas fracciones de eluatos en tubos
rotulados y la composición de cada fracción se analiza por cromatografía en
capa fina. Una vez identificadas las diferentes fracciones que contienen el
mismo producto, se reúnen, se elimina el disolvente y se analiza la identidad
de los componentes por métodos espectroscópicos.
POTENCIOMETRO
Un potenciómetro es una
resistencia que podemos controlar su valor. Entonces de estaforma podemos
controlar indirectamente la intensidad de corriente que fluye por un circuito
si se lo conecta en paralelo, o la diferencia de potencial si esta conectado en
serie.
Tipos
De mando: son los que
usamos normalmente, como el del volumen de la radio.
De ajuste: son los que
estan adentro de los equipos, no tenemos acceso a ellos ya que no suele tener
que retocar.
Según la ley de
variación de la resistencia R = ρ(θ),
los potenciometros
pueden ser:
Lineales: La
resistencia es proporcional al ángulo de giro.
Logarítmicos: La
resistencia depende logarítmicamente del ángulo de giro.
Senoidales: La
resistencia es proporcional al seno del ángulo de giro. Dos potenciómetros
senoidales solidarios y girados 90° proporcionan el seno y el coseno del ángulo
de giro. Pueden tener topes de fin de carrera o no.
En los potenciómetros
impresos la ley de resistencia se consigue variando la anchura de la pista
resistiva, mientras que en los bobinados se ajusta la curva a tramos, con hilos
de distinto grosor.
Tipos de potenciómetros
de mando
-Potenciómetros
rotatorios: Se controlan girando su eje. Son los más comunes porque son de
larga duración y ocupan poco espacio.
-Potenciómetros
deslizantes: La pista es recta, de modo que el recorrido del cursor también lo
es. Se usa, sobre todo, en ecualizadores gráficos, pues la posición de sus
cursores representa la respuesta del ecualizador. Son más frágiles que los
rotatorios y ocupan más espacio. Además suelen ser más sensibles al polvo.
-Potenciómetros
múltiples: Son varios potenciómetros con sus ejes coaxiales, de modo que ocupan
muy poco espacio. Se utilizaban en instrumentación, autorradios, etc.
Potenciómetros
digitales
Los potenciómetros
digitales son un circuito integrado que simula un potenciómetro Analógico. Se
componen de un divisor resistivo de n+1 resistencias, con sus puntos intermedios conectados a un multiplexor
analógico que selecciona la salida. Se manejan a través de una interfaz serie.
Tienen un tolerancia de 20%, los valores más comunes son de 10K y 100K aunque varía
en función del fabricante con 32, 64, 128, 512 y 1024 posiciones en escala
logarítmica o lineal.
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